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Synthese ribosomaler RNA und Regulation der RNA-Polymerase-I-Transkription im Kontext von Chromatin in S. cerevisiae

Die Biogenese eukaryotischer Ribosomen beginnt mit der Synthese der ribosomalen (r)RNAs durch die RNA-Polymerasen (Pol) I und III. Während Pol III das 5S-rRNA-Gen transkribiert, transkribiert Pol I ein großes Vorläufermolekül, das die Sequenzen der übrigen drei rRNAs umfasst, in einem nukleären Subkompartiment, dem Nucleolus. Die Pol-I-Transkription und die Reifung der Ribosomen sind eng miteinander gekoppelt, da Faktoren der Ribosomenbiogenese und ribosomale Proteine bereits während der Transkription mit der entstehenden rRNA assembliert werden.

Obwohl Pol I nur einen genomischen Lokus transkribiert, ist das Enzym für über 60 % der zellulären RNA-Synthese in exponentiell wachsenden S. cerevisiae-Zellen (im Folgenden als Hefe bezeichnet) verantwortlich. Dies wird durch einen starken Promotor mit einem stabil gebundenen Präinitiationskomplex (PIC) sowie durch die Multimerisierung der rRNA-Gene an einer oder mehreren Stellen in eukaryotischen Genomen erreicht (Abbildung A). Selbst in sich teilenden Zellen werden nicht alle rRNA-Gene transkribiert, sondern existieren in mindestens zwei verschiedenen Chromatin-Zuständen nebeneinander. Während transkriptionsinaktive rRNA-Gene in Nukleosomen eingebaut sind und sich in einem sogenannten „geschlossenen“ Chromatin-Zustand befinden, liegen aktiv transkribierte rRNA-Gene in einem nukleosomenarmen „offenen“ Chromatin-Zustand vor. rRNA-Gene können je nach physiologischem Zustand der Zelle zwischen den beiden Chromatin-Zuständen wechseln.

Unsere Forschung zielt darauf ab, die molekularen Mechanismen zu identifizieren, die diesen Chromatin-Übergängen zugrunde liegen. Letztlich möchten wir zum Verständnis des Zusammenspiels zwischen der Chromatinstruktur der rRNA-Gene, der Pol-I-Transkription und der frühen Ribosomenreifung beitragen.  Diesen komplexen Prozesse versuchen wir, zusammen mit der AG Engel und der AG Milkereit, besser zu verstehen. Zu diesem Zweck nutzen und entwickeln wir Techniken, die es uns ermöglichen, die Chromatinstruktur der rRNA-Gene und die Pol-I-Transkription sowohl in vivo (Abbildung B) als auch im nativen Chromatinkontext ex vitro zu untersuchen (Abbildung C).

A) Schematische Darstellung des ribosomalen (r)DNA-Lokus in Saccharomyces cerevisiae. Der rDNA-Lokus befindet sich auf Chromosom XII und besteht aus etwa 150 tandemartig wiederholten Transkriptionseinheiten, die die 35S-rRNA-Gene umfassen, welche von der RNA-Polymerase (Pol) I transkribiert werden. rRNA-Gene existieren in mindestens zwei verschiedenen Chromatin-Zuständen: einem aktiv transkribierten, nukleosomenarmen „offenen“ Chromatin-Zustand und einem transkriptionsinaktiven, nukleosomenhaltigen „geschlossenen“ Chromatin-Zustand. rRNA-Gene können dynamisch zwischen diesen Chromatin-Zuständen wechseln, abhängig vom physiologischen Zustand der Zelle. CEN und TEL bezeichnen die Positionen des Centromers bzw. des Telomers von Chromosom XII. Grüne Wellenlinien stellen entstehende Transkripte dar, rote Ovale Nukleosomen. Grüne Pfeile zeigen aktive (grün) und inaktive (rot) Promotorregionen.   B) Schematische Darstellung der Ansätze zur Untersuchung des rRNA-Gen-Chromatins und der Pol-I-Transkription in vivo:   ChEC (Chromatin Endogenous Cleavage), ChEC-Psoralen (ChEC gekoppelt mit Psoralen-Photovernetzung), ChIP (Chromatin-Immunpräzipitation). C) Schematische Darstellung der Ansätze zur Untersuchung des nativen rRNA-Gen-Chromatins und der Pol-I-Transkription ex vivo. Die rRNA-Gene sind mit RS-Elementen flankiert, die eine ortsspezifische Rekombination ermöglichen. Der flankierte rRNA-Genbereich enthält außerdem ein Cluster hochaffiner Bindungsstellen für das LexA-Protein. Nach Induktion der R-Rekombinase werden die von RS-Elementen flankierten Chromatinregionen in Form eines Rings freigesetzt. Nach Zellaufschluss kann das native rRNA-Gen-Chromatin in Ringform mithilfe eines rekombinanten, mit einem Affinitäts-Tag versehenen LexA-Proteins gereinigt werden. Das native Chromatin kann anschließend einer strukturellen, funktionellen und massenspektrometrischen Analyse unterzogen werden.
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